Schwann-Zellen | Taiwan Medical Mould Group

Wissenschaftliche Berichte Band 13, Artikelnummer: 11932 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Chitosan hat verschiedene Wirkungen auf die Geweberegeneration. Ziel dieser Studie war es, den Nervenregenerationseffekt eines in Schwann-Zellen (SC) eingekapselten Chitosan-Kollagen-Hydrogel-Nervenkanals (CCN) zu untersuchen, der in ein Rattenmodell mit Ischiasnervdefekt transplantiert wurde. Wir haben ein CCN hergestellt, das aus einer äußeren Schicht aus Chitosan-Hydrogel und einer inneren Schicht aus Kollagen-Hydrogel besteht, um die beabsichtigten Zellen einzukapseln. Ratten mit einem 10-mm-Ischiasnervdefekt wurden mit in CCN eingekapselten SCs (CCN+), CCN ohne SCs (CCN−), SC-eingekapselten Silikonschläuchen (Silikon+) und autologer Nerventransplantation (auto) behandelt. Verhaltens- und histologische Analysen zeigten, dass die Wiederherstellung der motorischen Funktion, das Nachwachsen der Axone und die Myelinisierung der CCN+-Gruppe denen der CCN−- und Silikon+-Gruppen überlegen waren. Unterdessen zeigten die CCN−- und Silikon+-Gruppen keine signifikanten Unterschiede in der Wiederherstellung der motorischen Funktion und der histologischen Wiederherstellung der Nerven. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass SC-eingekapseltes CCN einen synergistischen Effekt auf die Regeneration peripherer Nerven hat, insbesondere auf das axonale Nachwachsen und die Remyelinisierung von Wirts-SCs. In der frühen Phase nach der Transplantation wirken sich SC-verkapselte CCNs positiv auf die Genesung aus. Daher könnte die Verwendung von SC-verkapselten CCNs ein vielversprechender Ansatz für massive periphere Nervendefekte sein.

Die spannungslose Nervenreparatur ist eine Standardnahttechnik für Fälle, in denen die durchtrennten peripheren Nerven koaptiert werden1. Die autologe Nerventransplantation ist der Goldstandard für die Behandlung, wenn die beiden Nervenstümpfe einen großen Spalt aufweisen und keine spannungsfreien Nähte erzielt werden können2. Die autologe Nerventransplantation hat jedoch Nachteile, wie z. B. eine Morbidität an der Entnahmestelle und eine längere Operationszeit3,4,5. Um diese Probleme anzugehen, wurden kürzlich künstliche Nervenleitungen entwickelt. Die Materialien für künstliche Nervenleitungen sollten im Idealfall während des Abbauprozesses keinen negativen Einfluss auf die Nervenregeneration haben6.

Der Grundbestandteil von Chitosan ist Chitin, ein langkettiges Polymer von N-Acetylglucosamin, das aus den Exoskeletten von Arthropoden gewonnen wird. Chitin ist nach Cellulose das zweithäufigste natürliche Polysaccharid7. Die deacetylierte Form von Chitin ist Chitosan und kann kostengünstig durch alkalische Hydrolyse von Chitin hergestellt werden8. Chitosan ist seit den 1980er Jahren aufgrund seiner biologischen Eigenschaften, einschließlich Biokompatibilität, biologischer Abbaubarkeit und geringer bis keiner Toxizität, ein attraktives Material für Wundheilungsanwendungen9. Chitosan ist jedoch ein relativ neues Material im Bereich der peripheren Nervenregeneration10. Es wurde zuvor in vivo vollständig abgebaut und setzte keine toxischen Metaboliten frei, die möglicherweise den Nervenregenerationsprozess während des Abbaus beeinträchtigen könnten8. Im Gegensatz dazu wurde berichtet, dass Chitosan-Abbaumetaboliten die axonale Regeneration fördern11,12. In Tierstudien förderten künstliche Chitosan-Nervenkanäle die Nervenregeneration13,14. In klinischen, randomisierten, kontrollierten Studien war die Genesung nach einer peripheren Nervenverletzung am Finger mit einem künstlichen Chitosan-Nervenkanal besser als mit einfachen Nähten15. Reaxon® (Medovent GmbH, Mainz, Deutschland) war der erste künstliche Chitosan-Nervenkanal, der im Juni 2014 auf den Markt kam.

Trotz bemerkenswerter Fortschritte bei künstlichen Nervenleitungen wird die künstliche Nerventransplantation klinisch immer noch für Fingernervdefekte von bis zu 30 mm empfohlen16, und die autologe Nerventransplantation bleibt der Goldstandard für die Behandlung umfangreicher peripherer Nervendefekte17. Bei massiven peripheren Nervendefekten ist die künstliche Nerventransplantation der autologen Nerventransplantation aus mehreren Gründen immer noch unterlegen, darunter das Fehlen neurotropher Faktoren, Fibrinmatrixbrücken und Schwann-Zellen (SCs)18,19,20. Um diese Nachteile zu überwinden, wurde in verschiedenen Studien versucht, die Ergebnisse der künstlichen Nerventransplantation zu verbessern. Diese Studien ergaben, dass die Hybridisierung künstlicher Nervenleitungsmaterialien für die Nervenwiederherstellung von Vorteil war. Es wurde auch berichtet, dass Chitosan die Nervenregenerationsbehandlung bei Nervendefekten fördert, wenn es mit Kollagen, Polyglykolsäure und Polylactidsäure hybridisiert wird, indem es die Vorteile dieser Materialien nutzt13,21,22. Künstliche Nervenleitungen fungieren als Abgabesystem, indem sie Zellen wie SCs oder Wachstumsfaktoren wie Nervenwachstumsfaktor (NGF), aus Gliazelllinien abgeleiteter neurotropher Faktor (GDNF) und Fibroblastenwachstumsfaktor (FGF) sowie die freigesetzten Faktoren hinzufügen Die Leitungen stimulieren die Nervenregeneration23,24,25. Darüber hinaus werden bestimmte Zellen wie SCs, mesenchymale Stammzellen und induzierte pluripotente Stammzellen in künstliche Nervenbahnen eingekapselt, um die Nervenregeneration zu fördern14,26,27.

Wir haben zuvor eine Technik zur Herstellung eines doppelschichtigen Hydrogel-Kollagenschlauchs vorgeschlagen, d Wiederherstellung mit zellulärer Unterstützung28. Wir haben diese Technologie angewendet, um Chitosan-Kollagen-Hydrogel-Nervenkanäle (CCNs) mit einer äußeren Schicht aus Chitosan-Hydrogel und einer inneren Schicht aus Kollagen-Hydrogel herzustellen, die Zellen einkapseln könnten, um die Wiederherstellung peripherer Nerven mit zellulärer Unterstützung zu verbessern29. Die Ergebnisse zeigten, dass das in SCs eingekapselte CCN in vitro ein axonales Nachwachsen induzierte29. Ziel der vorliegenden Studie war es, die Wirksamkeit von SC-verkapselten CCNs bei der Regeneration peripherer Nerven und der funktionellen Wiederherstellung in vivo zu bewerten.

Dieses Experiment wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee der Keio University (Tokio, Japan) genehmigt (Genehmigungsnummer 17024). Die Studie entsprach den ARRIVE-Richtlinien und alle folgenden Methoden wurden in Übereinstimmung mit den relevanten Richtlinien und Vorschriften durchgeführt.

Insgesamt wurden drei 6 Wochen alte Sprague-Dawley-Ratten (SD) (Sankyo Labs, Tokio, Japan) zur SC-Isolierung und -Kultivierung verwendet, die gemäß den von Morrisey et al.30 und Meijs et al. beschriebenen Methoden durchgeführt wurden .31. Kurz gesagt wurden die Ratten mit einer intraperitonealen Injektion von Medetomidinhydrochlorid (0,375 mg/kg), Midazolam (2 mg/kg) und Butorphanol (2,5 mg/kg) tief betäubt. Im Gesäßbereich wurde ein dorsaler Hautlängsschnitt vorgenommen und der Ischiasnerv durch Spaltung des Gesäßmuskels freigelegt. Der Ischiasnerv wurde herausgeschnitten und in eine Kulturschale aus Kunststoff gegeben, die Medium enthielt (Dulbecco's Modified Eagle Medium mit hohem Glucosegehalt [DMEM] [Nacalai Tesque, Kyoto, Japan], ergänzt mit 10 % fötalem Rinderserum [FBS] und 0,5 % Penicillin und Streptomycin). , und das Epineurium wurde vorsichtig mit einer Mikropinzette entfernt. Die Explantate wurden in eine neue Plastikkulturschale mit dem Medium überführt und bei 37 °C unter 5 % CO2 inkubiert.

An der Kulturschale wurde eine Vordegeneration durchgeführt; Das Medium wurde alle 2–3 Tage und die Kulturschale einmal pro Woche gewechselt. Nach 2 Wochen wurden die Explantate in 1-mm-Scheiben geschnitten und mit Accutase® (Nacalai Tesque, Kyoto, Japan) 60 Minuten lang bei 37 °C verdaut. Den verdauten Explantaten wurde Pferdeserum zugesetzt und mit einer Pipette zerkleinert. Die die Zellen enthaltende Lösung wurde 5 Minuten lang bei 1000 U/min zentrifugiert und die Überstände wurden verworfen. Die Zellpellets wurden in Kulturmedium (DMEM, ergänzt mit 10 % FBS, 2 µmol/l Forskolin [Sigma, MO, USA], 50 ng/ml FGF-2 [ReproTech, MO, USA], 2 nmol/l Heregulin [ ReproTech, MO, USA] und 0,5 % Penicillin und Streptomycin). Die Zellen wurden in mit Polylysin beschichtete Plastikkulturschalen ausgesät und bei 37 °C unter 5 % CO2 inkubiert. Das Kulturmedium wurde alle 2–3 Tage gewechselt und die kultivierten Zellen wurden bis zur Konfluenz passagiert.

Um das Überleben transplantierter Zellen in vivo zu analysieren, wurden die kultivierten Zellen am zweiten Tag bei P2 mit Lentivirus infiziert, um ffLuc32, ein Fusionsprotein aus einem grün fluoreszierenden Protein (modifiziert von Venus) und Luciferase 2, zu exprimieren. Die Zellen wurden bis zu drei Passagen expandiert und für die nachfolgenden Experimente verwendet.

Die Eigenschaften der kultivierten SCs wurden mittels Immunzytochemie bewertet. Die Zellen wurden bei Passage 3 in mit Polylysin beschichtete 8-Well-Glaskammern mit Kunststoffboden überführt und 7 Tage lang im Kulturmedium kultiviert. Die Zellen wurden dann mit 4 % Paraformaldehyd (PFA) fixiert, mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS, 0,1 M) gewaschen und mit Blockierungspuffer (Nacalai Tesque, Kyoto, Japan) 60 Minuten lang bei Raumtemperatur blockiert. Die Zellen wurden dann mit 0,1 M PBS gewaschen und über Nacht bei 4 °C mit einer Lösung inkubiert, die S-100 (Dako Denmark A/S, Glostrup, Dänemark), Thy-1 (Novus Biologicals, CO, USA) und SOX- enthielt. 10 (Proteintech, IL, USA) als Primärantikörper. Die Zellen wurden mit 0,1 M PBS gespült und mit den sekundären Antikörpern 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert. Die Zellen wurden unter einem Fluoreszenzmikroskop (BZ9000, Keyence, Osaka, Japan) beobachtet.

Die in dieser Studie verwendeten CCNs hatten eine äußere Schicht aus Chitosan-Hydrogel (Innendurchmesser: 2,5 mm; Außendurchmesser: 3,5 mm) und eine innere Schicht aus Kollagen-Hydrogel (Innendurchmesser: 2,0 mm; Außendurchmesser: 2,5 mm) (Abb. 1a). ,B). CCNs wurden wie zuvor beschrieben hergestellt28,29. Die Leitung wurde in zwei einfachen Formschritten hergestellt. Die Chitosanschicht wurde unter Verwendung einer Form aus zwei Glaskapillaren unterschiedlichen Durchmessers hergestellt (äußere Glaskapillare: hohles Glasrohr mit 3,5 mm Innendurchmesser; innere Glaskapillare: massiver Glasstab mit 2,5 mm Durchmesser). Zwei Glaskapillaren für die Chitosanschicht wurden zusammengebaut, um als Formen zu dienen, und die Chitosan-Pre-Gel-Säurelösung wurde mit einer Spritze in den Innenraum der Form injiziert. Anschließend wurde die Form in eine Natriumhydroxidlösung gegeben, um das Chitosan zu neutralisieren und zu verfestigen. Nach 4 Tagen wurde die Form entfernt, um das Chitosan-Hydrogel-Röhrchen zu sammeln.

Eigenschaften von CCN. (a) Das Konzept unseres Chitosan-Kollagen-Hydrogel-Nervenkanals (CCN). In dieser Studie hat das innere Lumen einen Durchmesser von 2,0 mm und die Dicke der Chitosan- und Kollagenschichten beträgt 0,5 mm bzw. 0,25 mm. Schwann-Zellen sind in der Innenschicht mit 1,0 × 104 Zellen/Röhrchen eingekapselt. (b) Ein Bild des CCN vor der Transplantation. (c) Ein Bild des CCN nach der Transplantation in einen Ischiasnerv.

Mit einem ähnlichen Verfahren wurde eine Kollagenschicht in Chitosan-Hydrogel-Röhrchen hergestellt. Das Chitosan-Hydrogel-Röhrchen wurde in ein hohles Glasrohr als äußere Glaskapillare eingesetzt, und ein Glasstab mit 2 mm Durchmesser wurde als innere Glaskapillare für die Kollagenschicht im Inneren montiert. Mit einer Spritze wurde eine zellsuspendierte Kollagen- (Koken, Tokio, Japan)-Alginat-Vorgellösung (Wako, Osaka, Japan), eingestellt auf eine Konzentration von etwa 5,0 × 105 Zellen/ml, in den Innenraum der Form injiziert . Anschließend wurde die Form bei 37 °C inkubiert, um die Kollagenlösung zu verfestigen. Abschließend wurde die Glaskapillare entfernt, um das CCN mit etwa 1,0 × 104 Zellen zu erhalten. Die in dieser Studie verwendeten Silikonschläuche (Tigers Polymer Corporation, Osaka, Japan: 2 mm Innendurchmesser, 3 mm Außendurchmesser) wurden durch 20-minütiges Autoklavieren bei 121 °C sterilisiert. Die Länge sowohl des Nervenkanals als auch des Silikonschlauchs betrug 12 mm und jeder von ihnen war mit 1,0 × 104 kultivierten SCs gefüllt.

Für die Transplantation wurden 40 6 Wochen alte männliche SD-Ratten verwendet. Der linke Ischiasnerv wurde auf die gleiche Weise wie oben freigelegt. Der Ischiasnerv wurde in der Mitte des Oberschenkels reseziert und seine Lücke repariert, indem die Nervenstümpfe 1 mm innerhalb des Endes eines Schlauchs mit einer horizontalen Matratzennaht aus 9-0-Monofilament-Nylon an jedem Ende fixiert wurden, so dass ein 10 mm langer Abstand übrig blieb Lücke zwischen den Stümpfen. Die Ratten wurden vier Gruppen zugeordnet: (1) CCN mit SCs (CCN+-Gruppe, n = 10 Ratten); (2) CCN ohne SCs (CCN−-Gruppe, n = 10 Ratten); (3) Silikonschlauch mit SCs (Silikon+-Gruppe, n = 10 Ratten) und (4) Autotransplantat (Auto-Gruppe, n = 10 Ratten). In der Auto-Gruppe wurde ein 10 mm großer Spalt wiederhergestellt, indem der resezierte Nerv umgedreht und der resezierte Nerv überbrückt wurde. Alle Eingriffe wurden unter einem Operationsmikroskop durchgeführt (Abb. 1c). Zur Verfolgung der transplantierten SCs in vivo wurde den Ratten der CCN+- und Silikongruppen das Luciferasesubstrat D-Luciferin (Sumisho Pharma International Corporation, Tokio, Japan) intraperitoneal injiziert (0,3 mg/g Körpergewicht). Zur Messung des Emissionsspektrums der transplantierten Zellen in beiden Gruppen wurden ein In-vivo-Bildgebungssystem (IVIS)-Spektrum und ein CCD-optisches makroskopisches Bildgebungssystem (Caliper Life Sciences, MA, USA) verwendet.

Alle 2 Wochen wurde postoperativ eine Laufbahnanalyse durchgeführt, um die Wiederherstellung der motorischen Funktion des Ischiasnervs bei allen 40 Ratten zu bewerten. Postoperativ wurden die Ratten auf das Laufbandgerät gelegt und ihre Fußabdrücke wurden mit dem DigiGait System (Mouse Specifics, MA, USA) gescannt. Der Ischias-Funktionsindex (SFI) wurde mit der folgenden Formel33 berechnet: SFI = 118,9 ([ETS − NTS]/NTS) − 51,2 ([EPL − NPL]/NPL) − 7,5 (ETS: experimentelle Zehenspreizung, NTS: normale Zehe). Spread, EPL: experimentelle Drucklänge, NPL: normale Drucklänge).

12 Wochen nach der Transplantation wurden im Zentrum der regenerierten Ischiasnerven zwischen den proximalen und distalen Stichstellen von sieben Ratten in jeder der vier Gruppen Fluoreszenz-Immunhistochemie durchgeführt. Die Gewebe wurden mit P0 gefärbt, um die Myelinisierung der regenerierten Nerven zu beurteilen, und mit Neurofilament Heavy (NFH), um die Axone der regenerierten Nerven zu beurteilen. Die regenerierten Ischiasnerven wurden dann reseziert und über Nacht in 4 % PFA, verdünnt in 0,1 M PBS, fixiert. Dann wurden die Nerven über Nacht in der ersten Nacht mit 10 % Saccharose und in der nächsten Nacht über Nacht mit 30 % Saccharose dehydriert. Die Silikonschläuche wurden abgeschnitten und vor der Fixierung mit 4 % PFA entfernt. Die fixierten regenerierten Nervenproben wurden in der Tissue-Tek-Verbindung mit optimaler Schnitttemperatur (Sakura Finetech Co., Tokio, Japan) eingebettet und eingefroren. Gefrorene Proben wurden mit einem CM3050-Kryostat S (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Deutschland) axial auf eine Dicke von 10 μm geschnitten. Die Objektträger wurden mit 0,1 M PBS gespült, um die Verbindungen zu entfernen, 30 Minuten lang getrocknet und dann 1 Stunde lang bei Raumtemperatur mit Blockierungspuffer blockiert. Die Gewebe wurden über Nacht bei 4 °C in einer Lösung inkubiert, die P0 als primären Antikörper enthielt. Die Gewebe wurden mit 0,1 M PBS gespült und mit den Sekundärantikörpern 1 Stunde lang bei Raumtemperatur inkubiert. Die Proben wurden unter einem Fluoreszenzmikroskop, BZ9000 (Keyence, Osaka, Japan), beobachtet. Felder mit regenerierenden Axonen wurden automatisch mit ImageJ (National Institutes of Health) analysiert, um die Anzahl der regenerierten Axone, P0-positiven Bereiche und NFH-positiven Bereiche zu bestimmen.

Zwölf Wochen nach der Transplantation wurden die zentralen Teile des regenerierten Nervs der verbleibenden Ratten, die nicht für die Immunfärbung ausgewählt wurden, für die Toluidinblau-Färbung und die elektronenmikroskopische (EM) Beobachtung verwendet, wie zuvor beschrieben34. Drei Ratten aus jeder der vier Gruppen wurden eingeschlossen. Kurz gesagt, die Gewebe wurden geschnitten und in 2,5 % Glutaraldehyd in 0,1 M Phosphatpuffer (PB) (pH 7,4) bei 4 °C für 24 Stunden fixiert. Nach 2-stündiger Fixierung in 1 % OsO4 wurden die Gewebe schrittweise mit Ethanol, Aceton und n-Butylglycidylether (QY-1) dehydriert. Anschließend wurde die Epon-Konzentration schrittweise mit QY-1 erhöht und schließlich auf Epon 100 % erhöht. Nach 72 Stunden bei 60 °C wurden halbdünne Schnitte (1 μm Dicke) 7 Minuten lang mit 0,1 % Toluidinblau angefärbt und mit BZ9000 (Keyence, Osaka, Japan) abgebildet, um die Polymerisation mit reinem Epon-eingebettetem Gewebe zu verstärken. Die gesamte Axonfläche wurde halbautomatisch mittels Toluidinblau-Färbung mit der BZ-9000-Analysesoftware berechnet.

Ultradünne Schnitte (70 nm Dicke) des axial regenerierten Ischiasnervs aus derselben Probe für die Toluidinblau-Färbung wurden auf Kupfergittern und Siliziumwafern unter Verwendung eines Ultramikrotoms (Leica UC7, Leica Microsystems GmbH) hergestellt. Die Schnitte wurden dann 10 Minuten lang mit Uranylacetat und Bleicitrat gefärbt und dann unter Transmissionselektronenmikroskopie (JEM-1400Plus, JEOL Ltd., Tokio, Japan) und Rasterelektronenmikroskopie (multiSEM505, Zeiss) beobachtet. Zur quantitativen Analyse des Nachwachsens und der Remyelinisierung von Axonen werden das G-Verhältnis, die Anzahl der myelinisierten Axone, die gesamte Axonfläche, der Innendurchmesser (ID) und der Außendurchmesser (OD) des myelinisierten Axons sowie die Myelindicke ([OD-ID]/2) verwendet. aller myelinisierten Axone wurden halbautomatisch mit dem Softwareprogramm MyelTracer (https://github.com/HarrisonAllen/MyelTracer)35 berechnet. Die Parameter wurden in zufällig ausgewählten sieben Schichten von 2000-fach vergrößerten EM-Bildern in jeder Probe gemessen.

Die Daten wurden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts dargestellt. Die Normalität der Datenverteilung wurde mithilfe des Shapiro-Wilk-Tests bestätigt. Statistische Tests wurden unter Verwendung einer Methode der einseitigen Varianzanalyse durchgeführt, und der Levene-Test wurde zur Bewertung der Homoskedastizität durchgeführt. Variablen mit gleichmäßiger und ungleichmäßiger Varianz wurden mit der HSD-Methode von Tukey bzw. der Games-Howell-Methode analysiert. Alle statistischen Analysen wurden mit SPSS 28.0 (IBM Corp., Armonk, NY, USA) durchgeführt. Werte wurden bei P < 0,05 als statistisch signifikant angesehen.

Die Mehrzahl der kultivierten Zellen war positiv für S-100 und SOX-10, und nur wenige Zellen waren positiv für Thy-1. Die Ergebnisse zeigten, dass es sich bei den kultivierten Zellen um SCs handelte (Abb. 2). Um das Überleben der kultivierten SCs nach der Transplantation zu untersuchen, wurde eine Zellverfolgung in den Gruppen CCN+ und Silicone+ mit IVIS durchgeführt. Obwohl IVIS zeigte, dass eingekapselte SCs unmittelbar nach der Einkapselung im CCN überlebten, zeigte IVIS 4 Wochen nach der Transplantation kein Überleben in der CCN+-Gruppe (Abb. 3a, b).

Charakteristisch für kultivierte Zellen. Immunhistochemische Färbung kultivierter Zellen auf Anti-S-100-, Anti-SOX-10- und Anti-Thy-1-Antikörper, gegengefärbt mit Hoechst. Fast alle kultivierten Zellen exprimieren die Schwann-Zellmarker S-100 und SOX-10, jedoch nicht den Fibroblastenmarker Thy-1.

Verfolgung der Biolumineszenz transplantierter Zellen. (a) Biolumineszenzbilder des kultivierten zellverkapselten CCN und der Ratte in der CCN+-Gruppe 4 Wochen nach der Transplantation. Die Lumineszenz verschwindet 4 Wochen nach der Transplantation. (b) Quantitative Analyse der Photonenzahl aus transplantierten Zellen des kultivierten zellverkapselten CCN vor der Transplantation und der CCN+-Gruppe 4 Wochen nach der Transplantation.

Die motorische Funktionswiederherstellung wurde durch Berechnung des SFI anhand von Laufstrecken bewertet. Die Auto-Gruppe zeigte den höchsten Wert, während die CCN+-Gruppe den zweithöchsten Wert 4 bis 12 Wochen nach der Transplantation aufwies. Der mittlere SFI-Wert 12 Wochen nach der Transplantation war in der Auto-Gruppe (− 50,5 ± 1,9) signifikant höher als in allen anderen Gruppen (CCN+-Gruppe: − 69,1 ± 1,7, P < 0,01; CCN−-Gruppe: − 82,4 ± 3,0, P < 0,01; Silikon+-Gruppe: − 80,8 ± 1,7, P < 0,01). Der mittlere SFI-Wert in der CCN+-Gruppe war deutlich höher als der in den CCN−- (P < 0,01) und Silikon+-Gruppen (P < 0,01). Der mittlere SFI-Wert in der CCN−-Gruppe unterschied sich nicht signifikant von dem in der Silikon+-Gruppe (P = 0,95) (Abb. 4).

SFI zur motorischen Funktionsbewertung. Die Laufstreckenanalyse zeigt, dass die SFI-Werte in der CCN+-Gruppe 12 Wochen nach der Transplantation deutlich höher sind als die in der CCN−- und Silicone+-Gruppe. Allerdings waren die Unterschiede in der CCN−- und der Silikon+-Gruppe statistisch nicht signifikant. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass CCN die motorische Funktionserholung fördert, die durch die SC-Einkapselung noch verstärkt wird.

Die regenerierten Ischiasnerven wurden fixiert und 12 Wochen nach der Transplantation auf histologische Erholung untersucht. Die transplantierten CCNs waren mit faserigem Gewebe bedeckt und das CCN selbst blieb bestehen, wohingegen 2 von 10 Ratten in der Silikon+-Gruppe keine Nervenregeneration im Röhrchen zeigten (Abb. 5a). Die Toluidinblau-Färbungsbilder der Axialschnitte zeigten eine axonale Regeneration in allen Gruppen (Abb. 5b). Die quantitative Analyse der axonalen Fläche der mit Toluidinblau gefärbten Bilder ergab, dass die mittlere axonale Fläche der Auto-Gruppe (48.356,5 ± 6267,1 μm2) ein deutlich stärkeres Nachwachsen der Axone aufwies (CCN+-Gruppe: 23.587,9 ± 8521,9 μm2, P = 0,12; CCN−). Gruppe: 17.070,6 ± 8531,9 μm2, P = 0,044; Silikon+ Gruppe: 17.520,8 ± 6862,3 μm2, P = 0,048). Die Fläche in der CCN+-Gruppe war größer als die in den Gruppen CCN− (P = 0,90) und Silikon+ (P = 0,91), der Unterschied war jedoch statistisch nicht signifikant (Abb. 5c).

Verbesserte Nervenregeneration durch CCN mit SCs. (a) Repräsentative Bilder regenerierter Ischiasnerven 12 Wochen nach der Transplantation. Das transplantierte CCN in den CCN+- und CCN–-Gruppen bleibt trotz des Auftretens einer Bioabsorption erhalten. (b) Die Toluidinblau-Färbung in den zentralen axialen Abschnitten zeigt regenerierte Nervenfasern in allen Gruppen. (c) Quantitative Analyse der axonalen Fläche der regenerierten Nervenfasern (axonale Fläche = Querschnittsfläche × Axondichte). Die CCN+-Gruppe weist einen höheren axonalen Flächenwert auf als die CCN−- und Silicone+-Gruppen, der Unterschied zwischen den drei Gruppen ist jedoch nicht signifikant.

Zur Beurteilung des axonalen Nachwachsens und der Myelinisierung in den vier Gruppen wurde eine Fluoreszenzimmunhistochemie durchgeführt (Abb. 6a). Die Anzahl der regenerierten Axone, der P0-positive Bereich und der NFH-positive Bereich wurden quantitativ bewertet. Die Auto-Gruppe hatte die größte Anzahl regenerierter Axone (24.143,9 ± 3350,4) (CCN+-Gruppe: 15.783,1 ± 1461,4, P = 0,18; CCN−-Gruppe: 8764,0 ± 1131,6, P = 0,012; Silikon+-Gruppe: 9939,6 ± 1000,5, P = 0,019 ) . Die Anzahl der regenerierten Axone in der CCN+-Gruppe war deutlich größer als die in der CCN−-Gruppe (P = 0,013) und der Silicon+-Gruppe (P = 0,035). Es gab keinen signifikanten Unterschied zwischen der CCN−- und der Silikon+-Gruppe (P = 0,86) (Abb. 6b). Die Auto-Gruppe hatte die größte P0-positive Fläche (179.505,5 ± 9205,0 μm2) (CCN+-Gruppe: 118.803,7 ± 8195,7 μm2, P < 0,01; CCN−-Gruppe: 70.076,111.270,1 μm2, P < 0,01; Silikon+-Gruppe: 73.628,1 ± 5955 .5 μm2, P < 0,01). Der P0-positive Bereich in der CCN+-Gruppe war signifikant größer als der in der CCN−-Gruppe (P < 0,01) und der Silikon+-Gruppe (P = 0,018), während es keinen signifikanten Unterschied zwischen der CCN−- und der Silikon+-Gruppe (P = 0,99) gab ) (Abb. 6c). Ebenso hatte die Auto-Gruppe die größte NFH-positive Fläche (96.027,5 ± 11.634,4 μm2) (CCN+-Gruppe: 56.634,8 ± 5621,0 μm2, P = 0,45; CCN−-Gruppe: 38.524,0 ± 6280,4 μm2, P = 0,012; Silikon+-Gruppe: 39.138,9 ± 4 053.3 μm2, P = 0,031). Der NFH-positive Bereich in der CCN+-Gruppe war größer als der in den Gruppen CCN− (P = 0,25) und Silikon+ (P = 0,39), aber der Unterschied war statistisch nicht signifikant. Es gab keinen signifikanten Unterschied zwischen der CCN−- und der Silikon+-Gruppe (P = 0,99) (Abb. 6d).

Gefördertes axonales Nachwachsen und Remyelinisierung durch CCN mit SCs. (a) Repräsentative Bilder der immunhistochemischen Färbung für Anti-P0- und Anti-NFH-Antikörper, gegengefärbt mit Hoechst, 12 Wochen nach der Transplantation. (b) Anzahl der regenerierten Axone, (c) P0-positiver Bereich, (d) NFH-positiver Bereich. *P < 0,05. Quantitative Analyse der Axialschnitt-Immunfluoreszenz. Die Anzahl der regenerierten Axone und des P0-positiven Bereichs in der CCN+-Gruppe ist deutlich größer als die in den CCN−- und Silikon+-Gruppen, es gibt jedoch keinen signifikanten Unterschied zwischen den CCN−- und Silikon+-Gruppen. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass SC-verkapseltes CCN das Nachwachsen von Axonen und die Remyelinisierung regenerierter Axone fördert.

Zur quantitativen Bewertung wurden das G-Verhältnis, die Anzahl der myelinisierten Axone, die gesamte Axonfläche, ID und OD des myelinisierten Axons und die Myelindicke mithilfe einer elektronenmikroskopischen Analyse berechnet (Abb. 7). Das durchschnittliche G-Verhältnis in der CCN+-Gruppe betrug 0,67 ± 0,049; CCN−-Gruppe, 0,70 ± 0,051; Silikon+-Gruppe, 0,71 ± 0,020; und Autogruppe, 0,59 ± 0,025. Die Myelinlamelle war in der CCN+-Gruppe deutlich dicker als in den Gruppen CCN− (P = 0,027) und Silikon+ (P = 0,018), während zwischen der CCN−-Gruppe und der Silikon+-Gruppe (P = 0,99) kein signifikanter Unterschied bestand. Die Auto-Gruppe zeigte die stärkste Myelinisierung (CCN+-Gruppe, P < 0,01; CCN–-Gruppe, P < 0,01; und Silikon+-Gruppe, P < 0,01). Die durchschnittliche Anzahl myelinisierter Axone in der CCN+-Gruppe betrug 240,3 ± 9,3; CCN−-Gruppe, 209,7 ± 8,1; Silikon+-Gruppe, 187,0 ± 1,7; und Auto-Gruppe, 291 ± 12,9 (CCN+ vs. CCN−: P = 0,15; CCN+ vs. Silikon+: P = 0,013; CCN− vs. Silikon+: P = 0,34; Auto vs. CCN+: P = 0,017; Auto vs. CCN −: P < 0,01; Auto vs. Silikon+ P < 0,01). Die gesamte Axonfläche in der CCN+-Gruppe betrug 1491,2 ± 116,1 μm2; CCN−-Gruppe, 1243,9 ± 42,9 μm2; Silikon+-Gruppe, 1141,1 ± 34,1 μm2; und Auto-Gruppe, 2200,8 ± 121,7 μm2 (CCN+ vs. CCN−: P = 0,27; CCN+ vs. Silikon+: P = 0,088; CCN− vs. Silikon+: P = 0,84; Auto vs. CCN+: P = 0,02; Auto vs. CCN−: P < 0,01; Auto vs. Silikon+: P < 0,01). Der durchschnittliche ID in der CCN+-Gruppe betrug 2,7 ± 0,14 μm; CCN−-Gruppe, 2,6 ± 0,12 μm; Silikon+-Gruppe, 2,6 ± 0,070 μm; und Auto-Gruppe, 2,9 ± 0,25 μm (CCN+ vs. CCN−: P = 0,53; CCN+ vs. Silikon+: P = 0,67; CCN− vs. Silikon+: P = 0,99; Auto vs. CCN+: P = 0,011; Auto vs. CCN−: P = 0,02; Auto vs. Silikon+ P = 0,03). Die OD in der CCN+-Gruppe betrug 4,0 ± 0,36 μm; CCN−-Gruppe, 3,7 ± 0,10 μm; Silikon+-Gruppe, 3,7 ± 0,13 μm; und Auto-Gruppe, 4,9 ± 0,037 μm (CCN+ vs. CCN−: P = 0,018; CCN+ vs. Silikon+: P = 0,027; CCN− vs. Silikon+: P = 0,99; Auto vs. CCN+: P < 0,01; Auto vs. CCN−: P < 0,01; Auto vs. Silikon+: P < 0,01). Die Myelindicke in der CCN+-Gruppe betrug 0,64 ± 0,049 μm; CCN−-Gruppe, 0,52 ± 0,049 μm; Silikon+-Gruppe, 0,53 ± 0,020 μm; und Auto-Gruppe, 0,99 ± 0,019 μm (CCN+ vs. CCN−: P = 0,016; CCN+ vs. Silikon+: P = 0,02; CCN− vs. Silikon+: P = 0,99; Auto vs. CCN+: P < 0,01; Auto vs. CCN−: P < 0,01; Auto vs. Silikon+: P < 0,01).

Aktive Myelinisierung durch Elektronenmikroskopie nachgewiesen. (a) Repräsentative elektronenmikroskopische Bilder in den zentralen Axialschnitten aller Gruppen 12 Wochen nach der Transplantation. (b) Streudiagramm des G-Verhältnisses und des Axondurchmessers in jeder Gruppe. Orangefarbene Punkte: CCN+-Gruppe; graue Punkte: CCN−-Gruppe; blaue Punkte: Silikon+-Gruppe; Grüne Punkte: Auto-Gruppe. Quantitative Analyse des (c) G-Verhältnisses, (d) der Anzahl der myelinisierten Axone, (e) der gesamten Axonfläche, (f) des Innendurchmessers (ID) der myelinisierten Axone, (g) des Außendurchmessers (OD) der myelinisierten Axone, und (h) Myelindicke ([OD-ID]/2). *P < 0,05. Quantitative Analyse des EM in allen vier Gruppen. Das G-Verhältnis, die OD der myelinisierten Axone und die Myelindicke sind in der CCN+-Gruppe deutlich höher als in den CCN−- und Silicone+-Gruppen, es gibt jedoch keinen signifikanten Unterschied zwischen den CCN−- und Silicone+-Gruppen. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass die myelinisierten Axone in der CCN+-Gruppe dickeres Myelin haben als die in den CCN−- und Silikon+-Gruppen und dass SC-verkapseltes CCN die Remyelinisierung regenerierter Axone fördert.

Die aktuelle Studie zeigt, dass SC-verkapselte CCNs die motorische funktionelle und histologische Erholung besser fördern als CCN selbst oder SC-verkapselte Silikonschläuche, obwohl Autotransplantate weiterhin überlegen sind. Histologisch fördern SC-verkapselte CCNs das Nachwachsen von Axonen, wie EM-Analysen und Immunfluoreszenzanalysen des NFH-positiven Bereichs zeigen. Darüber hinaus zeigten EM-Analysen und Immunfluoreszenzanalysen des P0-positiven Bereichs, dass die Remyelinisierung der regenerierten Axone auch in SC-verkapselten CCNs verstärkt ist. Obwohl die IVIS-Analyse zeigte, dass die transplantierten SCs nach der Transplantation nicht länger als 4 Wochen überlebten, trugen sie zur Regeneration peripherer Nerven bei.

SCs spielen mehrere wesentliche Rollen bei der Nervenregeneration. SCs bilden die Nervenregenerationsbahn an der Nervenverletzungsstelle, das sogenannte Bungner-Band36, und sezernieren verschiedene Faktoren, um die Nervenregeneration zu fördern. Im Frühstadium einer peripheren Nervenschädigung setzen SCs Zytokine wie Interleukin-6 und den Leukämie-Hemmfaktor frei, die Makrophagen zum Nerv locken und die axonale Regeneration in Neuronen induzieren37,38. Darüber hinaus setzen SCs verschiedene neurotrophe Wachstumsfaktoren frei, wie GDNF, NGF, aus dem Gehirn stammender neurotropher Faktor und Neurotrophin-3, die die axonale Verlängerung und das Überleben von Neuronen fördern39. Darüber hinaus werden SC-abgeleitete Exosomen in Tierstudien zur Regeneration peripherer Nerven verwendet. Exosomen sind Nanovesikel mit einem Durchmesser von 50–100 nm, die nachweislich die interzelluläre Kommunikation vermitteln40,41. SC-abgeleitete Exosomen sind Mediatoren, die die axonale Verlängerung fördern, und es wurde festgestellt, dass die direkte Injektion von SC-abgeleiteten Exosomen nach einer Quetschung des Ischiasnervs bei Ratten in vivo die axonale Regeneration stimuliert42. Da SCs für die Nervenregeneration von entscheidender Bedeutung sind, wird erwartet, dass die Kombination eines künstlichen Nervenkanals ohne zelluläre Komponenten und einer SC-Transplantation die Ergebnisse peripherer Nervenverletzungen verbessern43.

Frühere Studien, bei denen SCs in Nervenbahnen eingebettet waren, zeigten, dass transplantierte SCs die Remyelinisierung und Revaskularisierung durch die Rekonstruktion des Mikrogefäßsystems förderten, was zu einer Wiederherstellung der motorischen Funktion führte43,44,45. Hypoxische Bedingungen in der Röhre wirken sich negativ auf die SC-Migration des Wirts und die Geweberegeneration aus und schränken die Fähigkeit azellulärer Nervenbahnen ein, funktionelle Schäden zu verbessern46. Allerdings verbessert die Kombination mit einer SC-Transplantation die Mikrogefäßdichte im regenerierten Nervengewebe, was darauf hindeutet, dass das transplantierte SC die Angiogenese des regenerierten Nervengewebes stimulieren und die Sauerstoffversorgung des künstlichen Nervenkanals verbessern könnte44,45. In unserer Studie hatten eingekapselte SCs in der inneren Kollagenschicht eine kurze Überlebenszeit und daher gingen wir davon aus, dass sie die durchtrennten Nervenstümpfe und das sie umgebende Mikrogefäßsystem nur in der frühen Phase beeinflussten.

Wir haben zuvor gezeigt, dass CCN mit SCs in vitro eine axonale Verlängerung von Neuronen hervorruft29. In dieser Studie überlebten transplantierte SC zwar nicht länger als vier Wochen nach der Operation, trugen aber zur Förderung der Nervenregeneration bei, möglicherweise durch die Sekretion von Zytokinen, neurotrophen Wachstumsfaktoren und von SC abgeleiteten Exosomen. Unsere Ergebnisse belegen, dass transplantierte SCs zwar nicht lange überleben können, eine Zelltransplantation jedoch für die Nervenregeneration und die funktionelle Wiederherstellung von Vorteil sein kann. Obwohl wir aus dem Ischiasnerv kultivierte SCs eingekapselt haben, bleibt der ideale Zelltyp für die Transplantation umstritten. Eines der kritischen Probleme bei klinischen Anwendungen ist das begrenzte Angebot an SCs für Kultur und Transplantation. Um dieses Problem zu lösen, wurden Stammzellen wie neurale Stammzellen, mesenchymale Stammzellen, induzierte pluripotente Stammzellen und von diesen Stammzellen abgeleitete SCs im Bereich der Verletzung peripherer Nerven untersucht47. Weitere Studien sind erforderlich, um die optimale Zellquelle und ihre im CCN eingebettete Differenzierung aufzuklären und so die Nervenregeneration und -sicherheit zu optimieren.

Für künstliche Nervenleitungen sind Biokompatibilität, Bioabsorbierbarkeit und Flexibilität erforderlich, und es wurden mehrere biologisch abbaubare Materialien verwendet, darunter Kollagen, Polyglykolsäure (PGA), Polymilchsäure (PLA) und Polycaprolacton48. Hier haben wir uns auf Chitosan konzentriert, das mehrere vorteilhafte Eigenschaften für die Verwendung als bioabsorbierbarer künstlicher Nervenkanal aufweist. Serumlysozym baut Chitosan in vivo vollständig ab, und die Anfälligkeit von Chitosan für den Abbau durch Lysozym ist umgekehrt proportional zum Grad der De-N-Acetylierung von Chitosan49. Darüber hinaus hat Chitosan im Gegensatz zu PGA und PLA positive Auswirkungen auf die Nervenregeneration während des In-vivo-Abbaus und hat keine nachteiligen Auswirkungen (z. B. pH-Abnahme oder entzündliche Fremdkörperreaktion)11,12,50. Chitooligosaccharid (COS), ein Abbauprodukt von Chitosan, fördert die Axonregeneration, indem es die SC-Teilung stimuliert und die Apoptose hemmt11,12. COS verringert auch die Malondialdehyd-Aktivität und erhöht die Superoxiddismutase-Aktivität, was oxidativen Stress in SCs verhindert51,52. Ebenso können neuropathische Schmerzen im Zusammenhang mit einem posttraumatischen Neurom eine Schädigung peripherer Nerven verursachen. In dieser Hinsicht reduziert die Abdeckung des proximalen Stempels des durchtrennten Nervs mit Chitosan die Bildung von posttraumatischen Neuromen und weiteren neuropathischen Schmerzen; Daher konzentrierte sich die Forschung auf Chitosan und seine Fähigkeit, posttraumatische Neurome zu verhindern53.

Obwohl Chitosan ein geeignetes Material für künstliche Nervenleitungen sein könnte, mangelt es einer einschichtigen künstlichen Nervenleitung aus Chitosan an der zellulären Unterstützung innerhalb der Röhren54. Um diesen Nachteil zu überwinden, schlagen wir einen heterogenen künstlichen Nervenkanal aus Hydrogel mit einer zweischichtigen Struktur vor, der aus einer äußeren Schicht aus Chitosan-Hydrogel und einer inneren Schicht aus Kollagen-Hydrogel besteht und Zellen in der inneren Schicht einkapseln kann, um die Regeneration peripherer Nerven mit Zellen zu fördern unterstützt29. Wir haben zuvor berichtet, dass ein in SCs eingekapselter Kanal die Axonverlängerung in vitro stimulierte . Zusätzlich zu seiner Fähigkeit, Zellen zu verkapseln, hat unser CCN viele weitere Vorteile. Erstens ist die einfache zweistufige Herstellung ein wesentlicher Vorteil. Bei peripheren Nervenverletzungen ist die Transplantation eines künstlichen Nervenkanals geeigneter Größe unerlässlich46. Daher ist die einfache Steuerung des Innen- und Außendurchmessers des CCN durch Ändern der Größe des Glasstabs und der Glasröhre einer der Vorteile29. Darüber hinaus können hohle Chitosan-Röhren aufgrund der zweistufigen Herstellung im Voraus hergestellt werden und transplantierte Zellen können unmittelbar vor der Operation in der Innenschicht eingekapselt werden29. Diese einfache und schnelle Herstellung ermöglicht eine zellhaltige künstliche Nerventransplantation für klinische Anwendungen29.

Darüber hinaus kann unser CCN die Degenerationsrate anpassen29. Obwohl die optimale Degenerationsrate eines künstlichen Nervenkanals noch nicht vollständig geklärt ist55, hängt die für die Nervenregeneration erforderliche Zeit vom Ort und der Länge des Nervendefekts ab56. Durch die Kontrolle der Deacetylierung von Chitosan, der Konzentration der Chitosanlösung und der Größe des CCN könnte die CCN-Degenerationsrate für jeden Fall angepasst werden29. In dieser Studie haben wir CCN in Rattenmodelle mit Defekten des Ischiasnervs transplantiert, und drei Monate nach der Operation wurde in allen CCN+- und CCN−-Proben immer noch die verbleibende Chitosanschicht außerhalb der regenerierten Nervenfasern beobachtet. Die CCN+-Gruppe zeigte eine bessere histologische und funktionelle Erholung als die Silikon+-Gruppe, was dafür spricht, dass SC-verkapselte CCNs eine mögliche hybride Nervenleitung sein könnten. Unterdessen unterschied sich die Nervenregeneration nicht signifikant zwischen der CCN−- und der Silikon+-Gruppe. Dieses Ergebnis impliziert die Notwendigkeit einer Zellverkapselung für CCN, obwohl neben SC auch verschiedene Zellen bewertet und verglichen werden sollten. Daher sind weitere Untersuchungen erforderlich, um die optimalen Zellen für die Transplantation und die Wirksamkeit von CCN selbst aufzuklären.

Diese Studie weist einige Einschränkungen auf. Erstens war die Probengröße für vollständige histologische Analysen klein. Zweitens wurde die histologische Beurteilung nur an axialen Schnitten in der Mitte der Nervenbrückenstelle ausgewertet, ähnlich wie in früheren Studien14,26,27,46,57,58. Die Beurteilung axialer Schnitte in den verschiedenen Ebenen (proximal und distal) oder sagittaler Schnitte wäre wertvoller, obwohl wir die Schnittstelle vereinfacht haben, um technische Fehler zu minimieren und die Probenqualität zu standardisieren. Darüber hinaus bestätigte diese Studie die SC-Infektion mit ffLuc nicht vollständig, was nach der Transplantation mit IVIS verfolgt werden konnte. Daher besteht die Möglichkeit, dass einige SCs, die nicht mit ffLuc infiziert waren, länger als 4 Wochen nach der Transplantation überlebten, und die genaue Dauer, die SC-eingekapselte CCNs in vivo überlebten, bleibt unklar. Schließlich verwendeten wir in dieser Studie die gezüchteten SD-Ratten aufgrund ihrer Zugänglichkeit und Kosten für die Transplantation. Frühere Studien haben gezeigt, dass die Mehrzahl der in SD-Ratten transplantierten SCs einige Wochen lang lebensfähig blieben45, und selbst eine allogene SC-Transplantation förderte die Regeneration peripherer Nerven59. Allerdings konnte die Möglichkeit einer bestehenden Immunreaktion, die das Überleben und die Proliferation der transplantierten SCs verhindert, nicht ausgeschlossen werden. Wenn Lewis-Ratten anstelle von SD-Ratten verwendet oder Immunsuppressiva verabreicht würden, könnten die transplantierten Zellen länger überleben und ihre Wirksamkeit könnte erhöht werden60,61.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Transplantation von SC-verkapselten CCNs die histologische und motorische funktionelle Wiederherstellung in einem Rattenmodell mit Ischiasnervdefekten verbesserte. SC-verkapselte CCNs üben einen synergistischen Effekt auf die Regeneration peripherer Nerven aus, insbesondere auf das axonale Nachwachsen und die Remyelinisierung von Wirts-SCs. In der frühen Phase nach der Transplantation haben in der inneren CCN-Schicht eingekapselte SCs einen positiven Einfluss auf die funktionelle Wiederherstellung. Daher könnte die Verwendung von SC-verkapselten CCNs ein vielversprechender Ansatz für massive periphere Nervendefekte sein.

Alle im Rahmen dieser Studie analysierten Daten sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich.

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Wir möchten Dr. K. Okuyama und Frau N. Moritoki für die EM-Probenvorbereitung sowie Frau T. Harada, Frau K. Yasutake, Dr. T. Nishijima und den Mitgliedern des Labors des Forschungsteams für Rückenmarksverletzungen danken und der Abteilung für Physiologie der Keio University School of Medicine für ihre Unterstützung bei der Tierpflege und bei Tierversuchen. Diese Arbeit wurde von der Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) KAKENHI Grant Number JP20K18074 an HK, Translational Research Program, unterstützt; Strategische Förderung für die praktische Anwendung INnovativer Medizintechnik (TR-SPRINT) von der Japan Agency for Medical Research and Development (AMED), Japan, und Zuschuss der Keio Orthopaedic Hosoya Foundation Nr. 004.

Abteilung für orthopädische Chirurgie, Keio University School of Medicine, 35 Shinanomachi Shinjuku-Ku, Tokio, 160-8582, Japan

Hiroaki Takeya, Hiroo Kimura, Tsuyoshi Amemiya, Narihito Nagoshi, Takuji Iwamoto, Morio Matsumoto und Masaya Nakamura

Fakultät für Maschinenbau, Fakultät für Naturwissenschaften und Technologie, Keio-Universität, 3-14-1 Hiyoshi, Kohoku-Ku, Yokohama-Shi, Kanagawa, 223-8522, Japan

Meide Itai und Hiroaki Onoe

Abteilung für medizinische Wissenschaft, Graduiertenschule für biomedizinische Technik, Universität Tohoku, 1-1 Seiryomachi, Aoba-Ku, Sendai, Miyagi, 980-8574, Japan

Meide Itai

Abteilung für fortgeschrittene mechanische Systemtechnik, Institut für Ingenieurwissenschaften, Universität für Landwirtschaft und Technologie Tokio, 24.02.16 Nakacho, Koganei-Shi, Tokio, 184-8588, Japan

Yuta Kurashina

Institut für integrierte Sportmedizin, Keio University School of Medicine, 35 Shinanomachi Shinjuku-Ku, Tokio, Japan

Kazuki Sato

Abteilung für mikroskopische Anatomie, Niigata University Graduate School of Medical and Dental Sciences, 1-757 Asahimachi-Dori, Chuo-Ku, Niigata, 951-8510, Japan

Shinsuke Shibata

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HT, SI und HK führten den Großteil der Experimente durch. HT, SI, HK, YK, TA, KS und HO konzipierten die Studie und verfassten das Manuskript. SS führte eine EM-Analyse durch. HT führte In-vivo-Experimente durch. NN, TI, MM und MN unterstützten und halfen beim Schreiben des Manuskripts. Alle Autoren haben die endgültige Einreichung dieses Papiers gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Hiroo Kimura.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Takeya, H., Itai, S., Kimura, H. et al. Der in Schwann-Zellen eingekapselte Chitosan-Kollagen-Hydrogel-Nervenkanal fördert die periphere Nervenregeneration in Nagetiermodellen mit Ischiasnervdefekten. Sci Rep 13, 11932 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39141-2

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Eingegangen: 05. April 2023

Angenommen: 20. Juli 2023

Veröffentlicht: 24. Juli 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39141-2

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